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易科泰昆蟲高通量呼吸代謝測量系統
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  • 產品型號
  • 易科泰 品牌
  • 生產商 廠商性質
  • 北京市 所在地

訪問次數:297更新時間:2024-08-01 17:06:02

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產品簡介
高通量呼吸測量系統基于熒光光纖氧氣測量技術,能夠對果蠅等微小型昆蟲、蟲卵、蛹、線蟲、土壤動物等微小型無脊椎動物進行測量,測定其耗氧量,進而評估其代謝水平。系統在昆蟲生理生態學、比較生物學、實驗生物學、污染生態學與環境毒理學、環境科學、氣候變化研究等領域具有越來越重要的應用價值。
產品介紹

       熒光光纖氧氣測量技術具有高精確度、高可靠性、響應時間短、適用于氣相和液相等優勢,因此隨著技術的問世,精確、高通量測量微小生物的呼吸和評估其能量代謝成為可能。高通量呼吸測量系統基于熒光光纖氧氣測量技術,能夠對果蠅等微小型昆蟲、蟲卵、蛹、線蟲、土壤動物等微小型無脊椎動物進行測量,測定其耗氧量,進而評估其代謝水平。系統在昆蟲生理生態學、比較生物學、實驗生物學、污染生態學與環境毒理學、環境科學、氣候變化研究等領域具有越來越重要的應用價值。

 

易科泰昆蟲高通量呼吸代謝測量系統

果蠅卵、幼蟲、蛹、成蟲的耗氧率測定


 易科泰昆蟲高通量呼吸代謝測量系統易科泰昆蟲高通量呼吸代謝測量系統

左圖:果蠅卵、幼蟲、蛹耗氧率的比較;右圖:果蠅成蟲耗氧率(麻醉處理VS對照)

 

       系統由內置熒光光纖氧氣傳感器的微型呼吸室、氧氣測量主機及數據采集分析軟件組成,可對96個通道的樣品進行同步測量。

 

功能特點

· 氧氣測量高精度、高可靠性、低功耗、低交叉敏感性、快速響應時間

· 輕松校準

· 非侵入性和非破壞性測量

· 緊湊設計,適用于溫控培養箱和/或搖床

· 氣體氧和溶解氧均可測量

 

技術參數

1. 檢測技術:光纖氧傳感器技術。

2. 適用場景:原位檢測,可在培養箱里或搖床上使用,便于溫度控制。

3. 呼吸室:透明聚苯乙烯材質,支持預消毒處理,可重復使用。

4. 氧氣測量主機:單個重670 g,162 x 102 x 32 mm

5. 主機內置溫度傳感器:0-50°C,分辨率0.012°C,精度±0.5°C

6. 主機內置壓強傳感器:300-1100mbar,分辨率0.11mbar,精度±6mbar

7. 蕞大采樣頻率:單通道激活時可達10-20次每秒

8. 氧氣測量精度:±0.1% O2@1% O2或±0.05 mg/L@0.44 mg/L

9. 氧氣測量分辨率:0.01% O2@1% O2或0.005 mg/L@0.44 mg/L

10. 電源:5VDC,USB供電

11. 響應時間<30s

12. 通道數:96

 

易科泰昆蟲高通量呼吸代謝測量系統易科泰昆蟲高通量呼吸代謝測量系統

左圖:封閉呼吸室中的苜蓿切葉蜂子脾和蛹;右圖:高通量呼吸系統和傳統呼吸測量法的結果比較

 


易科泰昆蟲高通量呼吸代謝測量系統

苜蓿切葉蜂耗氧率(V?O2)隨溫度的變化曲線

 

參考文獻

1. Clavé, C., Sugio, A., Morlière, S., Pincebourde, S., Simon, J.-C., Foray, V., 2022. Physiological costs of facultative endosymbionts in aphids assessed from energy metabolism. Functional Ecology 36, 2580–2592.

2. Earls, K.N., Campbell, J.B., Rinehart, J.P., Greenlee, K.J., 2023. Effects of temperature on metabolic rate during metamorphosis in the alfalfa leafcutting bee. Biology Open 12, bio060213.

3. Owen, C.A., Coetzee, J.A., Van Noort, S., Austin, A.D., 2017. Assessing the morphological and physiological adaptations of the parasitoid wasp E chthrodesis lamorali for survival in an intertidal environment. Physiol. Entomol 42, 173–180.

4. Uno, H., Stillman, J.H., 2020. Lifetime eurythermy by seasonally matched thermal performance of developmental stages in an annual aquatic insect. Oecologia 192, 647–656.

5. Glass, B.H., Jones, K.G., Ye, A.C., Dworetzky, A.G., Barott, K.L., 2023. Acute heat priming promotes short-term climate resilience of early life stages in a model sea anemone. PeerJ 11, e16574.

6. G?pel, T., Burggren, W.W., 2024. Temperature and hypoxia trigger developmental phenotypic plasticity of cardiorespiratory physiology and growth in the parthenogenetic marbled crayfish, Procambarus virginalis Lyko, 2017. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology 288, 111562.

7. K?mmer, N., Reimann, T., Ovcharova, V., Braunbeck, T., 2023. A novel automated method for the simultaneous detection of breathing frequency and amplitude in zebrafish (Danio rerio) embryos and larvae. Aquatic Toxicology 258, 106493.

8. Karlsson, K., S?reide, J.E., 2023. Linking the metabolic rate of individuals to species ecology and life history in key Arctic copepods. Mar Biol 170, 156.

9. Mathiron, A.G.E., Gallego, G., Silvestre, F., 2023. Early-life exposure to permethrin affects phenotypic traits in both larval and adult mangrove rivulus Kryptolebias marmoratus. Aquatic Toxicology 259, 106543.

10. Pettersen, A.K., Metcalfe, N.B., Seebacher, F., 2024. Intergenerational plasticity aligns with temperature-dependent selection on offspring metabolic rates. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences 379, 20220496. 



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